Введение

Сахарный диабет (СД) и его осложнения остаются ведущей причиной инвалидизации и смертности среди социально значимых заболеваний. Согласно последним данным, число пациентов с СД превысило 463 млн, наблюдается прогрессирующий рост заболеваемости. По прогнозам Международной диабетической федерации, в 2030 г. распространенность СД будет составлять 578 млн человек, к 2045 г. – 700 млн [1]. Необходимость непрерывной заместительной терапии инсулином вследствие абсолютного его дефицита, высокий риск кетоацидоза и гипогликемии, как правило, более молодой возраст пациентов с СД1 требуют поиска новых подходов к терапии заболевания, направленных на улучшение компенсации заболевания, качества жизни пациента и профилактику осложнений [2].

Традиционным терапевтическим подходом к лечению СД1 является экзогенная заместительная терапия инсулином, требующая непрерывных подкожных инъекций. Хотя инъекция инсулина эффективно контролирует уровень глюкозы в крови, она не может повторить физиологическую секрецию инсулина поджелудочной железой (ПЖ), соответственно, не исключает риска развития сосудистых осложнений СД [3], а также повышает риск гипогликемий при стремлении достичь оптимальных показателей гликемического контроля.

Лучшей компенсации позволяет достичь терапия с помощью непрерывного введения инсулина посредством инсулиновой помпы, и в настоящее время существуют различные модели помп с довольно обширными техническими характеристиками. Наряду с помпами появилась возможность осуществлять самоконтроль с помощью систем непрерывного мониторирования глюкозы, в т.ч. флеш-мониторирования. Результаты такого мониторинга показали, что в качестве целей гликемического контроля кроме стандартизированных показателей гликемии натощак, после еды и гликированного гемоглобина важно оценивать и время в диапазонах глюкозы (время в целевом диапазоне, время выше и ниже целевого диапазона).

И в этом плане непрерывная помповая инсулинотерапия имеет преимущества перед инъекциями инсулина. Однако, несмотря на это, пациентам все равно приходится прилагать усилия для коррекции питания, менять места введения катетера для помпы; остается необходимостью и осуществление частого самоконтроля гликемии.

Эти «недостатки» привели к активному поиску альтернативных методов лечения СД1, направленных на поиск возможности замещения утраченной функции инсулярного аппарата, нормализации регуляции углеводного обмена, на полный отказ от экзогенного введения инсулина. Возможным решением этих проблем является замена β-клеток с помощью трансплантации донорской ПЖ или клеточной терапии.

Проблемы трансплантации донорской ПЖ и изолированных островков ПЖ, роль внеклеточного матрикса

Хотя результаты зарегистрированной выживаемости донорского трансплантата и независимости от инсулина достигают 70% после 5 лет лечения [4], трансплантация ПЖ остается связанной со значительной заболеваемостью и смертностью [5]. Минимально инвазивной альтернативой является трансплантация изолированных островков ПЖ. Несмотря на разработанный в начале 2000-х гг. т.н. эдмонтонский протокол [6] и огромный шаг вперед в улучшении функции островков после трансплантации, включая совершенствование протоколов изоляции и разработку схем иммуносупрессии без стероидов [5, 7], процесс выделения и трансплантации по-прежнему вызывает утрату части островков, что приводит к снижению функции трансплантата через 5 лет ниже 50% [8].

Это связано с тем, что островковая ткань не только представлена инсулин-продуцирующими клетками (ИПК), но и является клеточной совокупностью (мини-органом) с собственной иннервацией [9] и сложными межклеточными коммуникациями [10]. Межклеточные контакты имеют решающее значение для высвобождения гормонов. Помимо ауто-, пара- и эндокринных связей островковые клетки взаимодействуют через межклеточные соединения с использованием молекул клеточной адгезии (кадгеринов), щелевых соединений и рецепторов. Молекулы клеточной адгезии играют важную роль в развитии архитектуры и функции островков. Щелевые соединения между ß-клетками позволяют делиться мелкими метаболитами и цитоплазматическими ионами, такими как кальций, необходимый для синхронизированного высвобождения инсулина в ответ на стимуляцию глюкозой [11, 12].

В дополнение к межклеточным контактам соединения островковых клеток с окружающей средой также имеют большое значение. Островки хорошо васкуляризированы, плотность сосудистой сети в несколько раз больше, чем в экзокринной части. В совокупности сосудистая сеть образует т.н. инсулоацинарную портальную систему – основу функционального взаимодействия экзокринной и эндокринной частей поджелудочной железы [13]. Эндокринные клетки находятся в тесном контакте с этой фенестрированной капиллярной сетью, позволяющей оптимально контролировать уровень гликемии. Клетки островков взаимодействуют с эндотелиальными клетками, секретируя эндотелиальный фактор роста сосудов (VEGF-A), способствуют развитию хорошо функционирующей капиллярной сети [14], в свою очередь эндотелиальные клетки синтезируют компоненты внеклеточного матрикса (ВКМ), необходимые для пролиферации, дифференцировки и выживания ß-клеток, стимулируют биосинтез и секрецию инсулина. ВКМ не только выполняет функцию склеивания и удержания клеток вместе, но и позволяет им сосуществовать в синергетических отношениях [15].

В ряде работ показана значимая роль взаимодействия белков ВКМ (ламинина, коллагена IV, в меньшей степени – фибронектина и коллагенов I, III, V и VI) с интегринами [16, 17]. Изоляция островков, нарушение сосудистой сети и взаимодействия с ВКМ приводят к их ишемии и программируемой гибели по типу апоптоза (аноикису), в итоге – к потере островковых клеток в культуре [18, 19]. Кроме того, для успешной функции пересаженной донорской островковой ткани необходим ряд условий, наиболее значимые из которых – достаточное количество трансплантируемых островков, защита их от бактериальной и грибковой контаминации, необходимость тестирования доноров на инфекции и совместимость. В связи с этим разработка метода трансплантации с низкой частотой осложнений крайне необходима.

Источники инсулин-продуцирующих клеток

Использование в качестве трансплантата собственных клеток, вероятно, позволит уменьшить или даже исключить потребность в приеме иммунодепрессантов, а также решит ряд юридических вопросов, связанных с донорством и нехваткой донорского материала, вынужденным длительным ожиданием операции.

В настоящий момент ведется активный поиск возможности культивировать клетки, в т.ч. и инсулин-продуцирующие (ИПК), источниками которых могут быть эмбриональные стволовые клетки, а также собственные клетки пациента – стволовые клетки костного мозга, мезенхимальные стволовые клетки, индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (иПСК), полученные из кожного трансплантата, клеток дермальной папиллы, периферической крови, мочи и др. [20–22]. Рассматриваются также варианты прямого перепрограммирования (трансдифференцировки) взрослых экзокринных клеток поджелудочной железы (протоковых или ацинарных), клеток печени и желудка в ИПК, пропуская плюрипотентную стадию [23, 24]. Общее эндодермическое происхождение этих типов клеток предполагает, что они могут быть преобразованы в ИПК.

Несмотря на многообещающие перспективы, генерация β-клеток из иПСК является сложной процедурой, которая включает принуждение к экспрессии факторами транскрипции для имитации нормальных стадий развития ПЖ. Обсуждается и склонность трансплантата, полученного из иПСК, к образованию тератомы [25]. Кроме того, затраты, связанные с генерацией стволовых клеток для конкретного пациента и их последующим перепрограммированием, могут быть крайне высокими, что станет реальным препятствием для их осуществления.

Вместе с поиском источника ИПК и оптимального микроокружения культуры клеток для улучшения результатов трансплантации активно ведется работа над разработкой наиболее оптимальных методов трансплантации. Благодаря развитию биоинженерии, которая стремительно вошла в медицинскую сферу, наблюдается прогресс в стратегии трансплантации ПЖ [17, 26, 27].

Биоинженерные решения для инкапсуляции трансплантата ПЖ: виды гидрогелей, макро-, микро- и наноинкапсуляция

Первые шаги, первые биоинженерные решения для оптимизации трансплантации клеток, были предприняты еще в 1960-х гг., когда Т. Чанг (1964) описал методику инкапсуляции [28], в последующем примененную F. Lim и A.M. San (1980) для клеток ПЖ и увеличившую выживаемость островков с 8 дней до 3 недель [29].

Инкапсуляция играет роль биоинженерного каркаса, направлена на защиту трансплантата от иммунных реакций реципиента и облегчение обмена жизненно важными молекулами, такими как кислород и питание, переноса факторов роста и гормонов. Материалы для инкапсуляции должны быть инертными и выполнять функцию полупроницаемых мембран, не вызывающих иммунного ответа организма и способных защищать трансплантат от вторжения иммунных клеток хозяина без применения иммуносупрессии [30, 31].

Для инкапсуляции используются биоматериалы в форме гидрогеля. По происхождению гидрогели можно разделить на два типа: природные и синтетические. Природные гидрогели, такие как альгинат, коллаген, желатин, гиалуроновая кислота, хитозан и др., чаще всего обладают хорошей биосовместимостью и биоразлагаемостью, однако их механические свойства, такие как жесткость и растяжимость, имеют недостаточные характеристики. Синтетические гидрогели (производные полиэтиленгликоля, поликапролактон, поливиниловый спирт и т.д.) могут выдерживать сильные механические нагрузки, но имеют неудовлетворительную биосовместимость [32].

Создаются различные композитные гидрогели, состоящие из нескольких разных гидрогелей, что позволяет регулировать количество и размер пор, механическую прочность и другие свойства биоматериалов, в итоге получить больше функций и повысить производительность [33, 34].

Условно, исходя из особенностей сшивания и молекулярных взаимо-связей гидрогелей, их можно разделить на три основные группы. Так, гидрогели первого поколения сшиты посредством ковалентных взаимодействий, второго поколения – посредством нековалентных взаимодействий (гидрофобных и электростатических), а гидрогели третьего поколения образуются с помощью взаимопроникающих полимерных сетей (двух или более из разных компонентов). Для инкапсуляции островков в основном используются гидрогели первого и второго поколений [35].

Биоматериалы на основе альгинатов представляют собой неразветвленные полисахариды, состоящие из 1,4 связанной β-d-маннуроновой кислоты и ее эпимера C-5 αl-гулуроновой кислоты. Эти природные сополимеры являются важным компонентом водорослей, таких как ламинария, а также экзополисахаридом. Использование химической дериватизации может изменить свойства альгината, в частности улучшить взаимодействие между клетками и поверхностью, разлагаемость или особенности гидрофобно-гидрофильного баланса для оптимального высвобождения молекул. При связывании с адгезивными пептидами альгинат снижает цитотоксичность и улучшает жизнеспособность островков, их метаболическую активность [36].

Для трансплантации β-клеток А. Espona-Noguera et al. (2018) использовали гидрогель на основе альгината для инъекций с универсальными физико-химическими свойствами. Гидрогель получали путем ионного сшивания, и время гелеобразования замедляли, используя разные концентрации фосфатной соли Nа2HPO4. Результаты показали, что использование Nа2HPO4 оказало значительное влияние на задержку образования гидрогеля в месте имплантации и улучшило механические и физиологические свойства гидрогеля, что улучшило биосовместимость и рост β-клеток [37].

Синтетические гидрогели на основе ПЭГ могут быть перспективным биоматериалом для доставки клеток, т.к. обладают низкой адсорбцией белка, иммунопротекторными свойствами, минимальной воспалительной инвазией и хорошей биосовместимостью, улучшают выживание островковых клеток in vitro и in vivo [38, 39]. C.C. Lin at al. (2011) инкапсулировали островки в гидрогель на основе ПЭГ примерно за 90 секунд до полного гелеобразования, раствор вводили в место трансплантации. В результате мониторинга глюкозы через 2 дня после имплантации инкапсулированные островки снижали уровень глюкозы с 600 до 200 мг/мл, в то время как неинкапсулированные островки снижали уровень глюкозы в крови с 570 до 470 мг/мл [40].

Биоматериалы на основе коллагена, ламинина, фибронектина, гиалуроновой кислоты и многих других белков, полученных из ВКМ, обладают хорошей биосовместимостью и способностью биоразлагаться.

Коллаген является наиболее распространенным компонентом ВКМ; выделяют более 20 его типов, среди которых коллаген I типа занимает ведущее место [41]. Извлеченный из ВКМ коллаген может быть преобразован в гидрогели через изменение pH и температуры. Коллагеновые фибриллы и волокна толщиной всего в сотни нанометров обогащаются пептидными лигандами клеточной адгезии и могут связываться с рецепторами клеточной мембраны, в частности интегринами [32].

Желатин является продуктом денатурации коллагена и имеет схожие с коллагеном характеристики: способствует клеточной адгезии, обладает высокой пористостью, гидрофильностью, биодеградирует под воздействием ферментов без возникновения иммунного ответа и воспаления. Гидрогели на основе коллагена и его продуктов могут быть признаны биомиметическим веществом, физиологически имитирующим клеточную микросреду in vivo [41]. К недостаткам коллагена и желатина относятся высокая скорость биодеградации и низкие механические свойства, что требует применения сшивающих агентов, положительно влияющих на прочность, растяжение и снижают скорость деградации материалов под действием ферментов [32, 41].

Интересно, что сетевая микроархитектура гидрогелей желатина и коллагена отличается, и это приводит к различиям в модуляции поведения клеток с окружающей их матрицей и друг с другом в результате механотрансдукции. При этом синтетические биоматериалы с похожей на стромальный ВКМ структурой могут поддерживать аналогичные клеточные реакции, вероятно, за счет схожей волокнистой микроархитектуры. Эти данные могут способствовать более эффективному подбору биоматериала для инкапсуляции и клинического применения [42].

Отмечено также, что коллаген I и IV типов при включении в микропоры композитных гидрогелей уменьшает апоптоз и увеличивает жизнеспособность и метаболическую активность островков, секрецию инсулина [43].

J.K. Wang et al. (2020) использовали в качестве инкапсулирующей среды для доставки островков гидрогель третьего поколения, образованный путем термочувствительных взаимопроникающих сетей из альгината и ВКМ, полученного из жировой ткани человека. Исходно островки инкапсулировали в альгинатный гель, а затем эту структуру добавляли к гидрогелю, полученному из ВКМ. Исследования in vitro показали, что система биосовместима, популяция клеток была увеличена в 7 раз в течение недели по сравнению с неинкапсулированными клетками [44].

Для функции и жизнеспособности клеток важен и размер инкапсулирующего устройства. Макроустройства, которые можно разделить в зависимости от способа трансплантации на внутри- и внесосудистые, представляют собой диффузионные камеры различной формы и содержат массу островков. Они имеют ряд недостатков, один из которых – плохая оксигенация и диффузия питательных веществ к островковым клеткам через плотную мембрану макроустройства. Гипоксия и тенденция клеток образовывать кластеры в центре макроустройства, большое расстояние от клеток до кровеносных сосудов за пределами инкапсулята и отсутствие васкуляризации в самом трансплантате увеличивают риск некроза клеток. Отмечено, что для предотвращения некроза плотность островков в устройстве должна быть не более 5–10% от общего объема, а его диаметр не должен превышать нескольких сотен микрон [45]. Недостатки макроустройств способствовали поиску других решений и появлению технологий микро- и наноинкапсулирования [46].

Микроустройства, в подавляющем большинстве случаев использующие альгинат в качестве материала инкапсуляции, были стратегией выбора в исследованиях по трансплантации ПЖ в течение нескольких десятилетий [47]. Микроустройства изготавливаются с помощью технологий микропроизводства, при этом отдельный или небольшой кластер островков окружается полупроницаемыми полимерными мембранами, которые облегчают перенос питательных веществ и кислорода и обеспечивают возможность прямой инъекции β-клеток в кровоток. Для микроинкапсуляции β-клеток наиболее часто применяются методы на основе эмульсии периодического действия, микрофлюидной эмульсии и электрогидродинамического распыления [48].

Хотя более тонкая мембрана в микроустройствах обеспечивает лучшую диффузию кислорода и питательных веществ по сравнению с макро-устройствами, остается общая для них проблема – вероятность образования фиброзной ткани вокруг мест трансплантации. Добавление к гидрогелям различных компонентов может улучшать их иммуногенные свойства. Так, S. Hu et al. (2021) в своем исследовании показали, что добавление к альгинату пектина увеличивает выживаемость клеток почти на 9%. Кроме того, анализ толщины фиброзного разрастания показал почти в 2 раза меньший слой фибробластов (около 89 мкм) на конструкции с добавлением пектина по сравнению с другими вариантами гидрогеля на основе альгината (около 172 мкм) [49].

В исследовании С. Laporte et al. (2020) с целью улучшения биосовместимости, повышения функциональности β-клеток и предотвращения разрастания фиброза вокруг капсулы инкапсулированные в альгинатные микрокапсулы островки были включены в состав ВКМ и RGD пептидов (Arg-Gly-Asp). Микрочастицы были изготовлены с помощью микрофлюидного устройства. Результаты показали увеличение жизнеспособности β-клеток и снижение процесса фиброза при их совместном культивировании с ВКМ, а также увеличение секреции инсулина при совместном культивировании с ВКМ и добавлением RGD пептидов [50]. Это исследование показало, что включение RGD в альгинатные микрокапсулы и совместное культивирование с ВКМ могут значительно улучшать жизнеспособность и функциональность клеток.

Размер систем инкапсуляции, а именно инкапсулирование β-клеток в наночастицы, также может способствовать снижению иммунологических реакций и предотвращать образование толстого слоя фиброзной ткани вокруг трансплантируемого устройства [51]. Методы, используемые для получения наночастиц, аналогичны таковым микроинкапсулирования. Обсуждаются преимущества одно- и многоклеточных методов наноинкапсуляции в увеличении выживаемости и функциональности островковых клеток. К основным преимуществам метода инкапсуляции в одну клетку относятся повышение жизнеспособности клеток за счет защиты их от обезвоживания и механических воздействий, а также избирательная проницаемость за счет искусственного пористого покрытия вокруг клеток, которое позволяет им избирательно переносить биомолекулы и питательные вещества [52].

Для наноинкапсуляции применяется конформное покрытие методом послойной инкапсуляции β-клеток в наночастицы [53]. Наноинкапсуляция по сравнению с микро- и макроинкапсуляцией обеспечивает более легкий приток кислорода и питательных веществ, отток инсулина благодаря ультратонкому слою материала. Она обеспечивает не столько механическую защиту, сколько иммунную изоляцию или иммунную маскировку благодаря покрытию островков биопленкой, способной высвобождать иммуносупрессивные фармакологические агенты, позволяя захватывать цитокины или обеспечивать доставку иммуномодулирующих сигналов [54]. F. Syed et al. (2018) использовали метод наноинкапсуляции с конформным покрытием для инкапсуляции β-клеток в наночастицы хитозана. Оценка функциональности островков in vivo с помощью внутрибрюшинного теста на толерантность к глюкозе через 15 дней после трансплантации выявила, что уровень глюкозы в крови мышей, получавших наноинкапсулированные островки, был примерно на 100 мг/дл меньше, чем у получавших неинкапсулированные клетки. Иммуноцитохимия in vivo через 4–5 недель после трансплантации показала, что морфология инкапсулированных клеток сохранялась лучше, чем у неинкапсулированных островков [55].

Как уже было сказано: островки представляют собой ткани с высокой степенью васкуляризации, она имеет решающее значение для функции островков. После выделения и трансплантации восстановление кровотока для пересаженных островков требует времени, поэтому долгосрочное выживание трансплантата нуждается в сосудистой поддержке. Степень пористости гидрогеля может влиять на васкуляризацию, однако локализованная доставка ангиогенных молекул и модулирование иммунных реакций в месте имплантации путем совместной трансплантации поддерживающих клеток способны дополнительно индуцировать образование сосудов [56].

В связи с этим предложена совместная инкапсуляция ангиогенных или регуляторных клеток с целью улучшения выживаемости и функционирования островковых клеток посредством поддержки ангиогенеза. Регуляторные Т-клетки (Tregs), мультипотентные взрослые клетки-предшественницы, а также костный мозг и жировая ткань как источники ВКМ подходят для совместной трансплантации с островками из-за их способности подавлять иммунные клетки и стимулировать ангиогенез [57, 58]. Ангиогенезу способствуют и встроенные в гидрогели ангиогенные молекулы и факторы роста, в т.ч. пероксид кальция, углекислый газ и др. [59–61].

Биопечать поджелудочной железы

Со временем стало понятно, что клеточные технологии трансплантации изолированных клеток «функционально неполноценны» из-за отсутствия у трансплантированных клеток адекватного микроокружения, а именно отсутствия полноценного ВКМ, как следствие – отсутствия взаимодействия между клетками, обеспечивающего «социальное» поведение и гуморальную регуляцию функции β-клеток. Было показано, что клетки внутри трехмерной структуры лучше реагируют на изменение уровня глюкозы. Объединение разных типов клеток в биологических каркасах позволяет формировать пространственные тканевые системы. Решающее значение для адекватного гомеостаза глюкозы и выживаемости клеток имеет их микроваскуляризация [62].

Эти проблемы может решать биопечать (биопринтинг) ПЖ, результатом которой будет послойное построение трехмерной структуры, напоминающей естественную ткань. Технология 3D-биопечати может имитировать условия для межклеточного взаимодействия трансплантируемых клеток с внеклеточным матриксом и сосудистой сетью, создавать органы в полностью контролируемых условиях in vitro, в т.ч. используя клетки, полученные из культивируемых клеточных культур. Важными условиями успешной биопечати являются концентрация клеток в биочернилах и надлежащие условия биопечати, такие как давление, скорость печати и методы сшивания [63].

К основным методам биопечати относятся струйная печать, печать с применением лазера и печать методом экструзии. Струйный биопринтинг имеет ряд преимуществ – это невысокая стоимость самих приборов и возможность печати несколькими типами клеток одновременно. Для струйной печати используют биодеградируемые гидрогели, переходящие из жидкого в гелеобразное состояние при повышении температуры от +15 до +21°С. Для данного метода не подходят гидрогели с высокой вязкостью, недостатком является и частое слипание, и осаждение клеток в картридже, засорение отверстий в форсунках принтера. При лазерной биопечати происходит прямой лазер-индуцированный перенос клеток или сфероидов на полимерную подложку, этот метод обладает высокой точностью, однако есть мнение, согласно которому лазер может оказывать повреждающее действие на клетки. Биопечать методом экструзии осуществляется механической платформой по двум направлениям по горизонтали и с помощью подвижного экструдера по вертикали. Метод позволяет использовать практически любые материалы для биопечати [64, 65].

Полимерная 3D-печать появилась в 1980-х гг. [66]. Впервые биопечать описана в 2002 г. R.P. Lanza et al. при создании частично функционирующего почечного блока путем посева почечных клеток на покрытые коллагеном поликарбонатные мембраны [67].

Перспективным в технологии биопринтинга считается применение в качестве «строительных блоков» клеточных сфероидов – комбинации различных типов клеток, чаще всего включающих мезенхимальные стволовые и эпителиальные клетки, которые повышают функциональность, выживаемость и васкуляризацию трансплантируемых клеток. В трехмерном пространстве сфероиды, находящиеся близко друг от другу, сливаются в результате сил поверхностного натяжения и удерживаются за счет биоинженерных каркасов, описанных выше. Высокая плотность клеток внутри клеточных сфероидов, синтез клетками сфероидов ВКМ, способность к формированию тканевой архитектоники служат преимуществом данного метода [68]. Печать сфероидами существенно уменьшает время на построение модели искусственного органа.

Нам встретилось несколько работ по биопечати поджелудочной железы. Так, G. Marchioli et al. (2015) разработали и использовали для биопечати 3D-биокаркас на основе макропористого альгината. Авторы предположили, что в 3D-каркасах отношение поверхности к объему, следовательно, транспорт кислорода и питательных веществ увеличиваются по сравнению с обычными объемными гидрогелями. В результате в исследовании показано, что жизнеспособность и морфология островков не страдают в процессе печати [69]. В другом исследовании инкапсуляция островков сочеталась с 3D-экструзионной биопечатью методом аддитивного производства, который позволяет изготавливать 3D-структуры с точной геометрией для получения макропористых гидрогелевых конструкций со встроенными островками. В результате показано, что встроенные островки непрерывно вырабатывали инсулин и глюкагон на протяжении всего наблюдения и реагировали на стимуляцию глюкозой [70]. Однако отмечено, что отсутствие васкуляризации в каркасе, несмотря на его макропористую природу, ухудшают функциональность островков [69, 70].

Для стимуляции васкуляризации M. Farina et al. (2017) использовали плазменную активацию и воздействовали различными концентрациями фактора сосудистого роста. Это улучшило васкуляризацию конструкции, подкожно пересаженной иммунодефицитной мышиной модели. Островки внутри устройства оставались функциональными до 10 недель исследования [71].

X. Liu et al. (2019) разработали коаксильный биопринтер, который позволяет печатать многоклеточные островковые конструкций в разделенных слоях на макропористой конструкции, имитируя 3D-расположение клеточных компонентов, которые должны окружать островки ПЖ. В этой работе демонстрируется возможность изготовления 3D-конструкций с точным контролем над распределением нескольких типов клеток. Авторы выбрали трубчатую структуру, островки были расположены в ядре, а поддерживающие клетки (эндотелиальные или Т-регуляторные) во внешней оболочке. Было показано, что жизнеспособность островков ПЖ хорошо сохраняется после процесса 3D-печати [72].

В 2019 г. М. Wszoła et al. заявили, что им удалось напечатать ПЖ с полной сосудистой сетью, Островки внутри полученной бионической ПЖ оказались жизнеспособными и их функциональность была подтверждена анализом стимулированной глюкозой секреции инсулина. В том же году авторы планировали имплантировать полученную конструкцию мышам, чтобы проверить их функцию в живом организме, однако нам не встретились данные по результатам этого исследования [73].

В конце февраля 2021 г. запущен европейский проект Enlight, который должен разработать модель ПЖ для тестирования лекарств от СД. Предполагается, что она будет создана с помощью 3D-принтера, использующего томографическую печать для создания микроструктур, менее чем за 30 секунд, что может повышать выживаемость клеток. После того как биопринтер создаст живую трехмерную модель ткани человека, исследователи планируют внедрить в нее сигнальные молекулы для регуляции поведения клеток, что, вероятно, позволит изучать функционирование поджелудочной железы и воздействие различных препаратов [74].

Эти исследования обеспечивают важную основу для потенциального использования технологии биопечати для разработки трансплантируемых островковых конструкций.

Заключение

В заключение можно сказать, что применение нанотехнологий, развитие технологии биопринтинга, создание новых композитных модифицируемых гидрогелей, а также совместное инкапсулирование клеток островков с вспомогательными клетками остаются перспективным направлением в создании искусственной поджелудочной железы. Развитие клеточных технологий, поиск новых источников ИПК в перспективе могут решить проблему с нехваткой донорского материала, позволят отказаться от иммуносупрессивной терапии. Возможности технологии 3D-биопечати при создании искусственной поджелудочной железы могут обеспечивать точную пространственную геометрию, имитировать микроструктуру островков поджелудочной железы, создавать предпосылки для межклеточного взаимодействия и встроивать сосудистую сеть внутри трансплантата. 3D-биопечать может стать новым практичным и высокоэффективным подходом к лечению СД1 и требует дальнейшего изучения.