Влияние мезенхимных стромальных клеток на восстановление структуры голосовых складок при рубцовых изменениях. Контролируемое экспериментальное исследование


DOI: https://dx.doi.org/10.18565/pharmateca.2020.5.65-71

В.М. Свистушкин (1), С.В. Старостина (1), М.В. Свистушкин (1), С.Ф. Тимашев (2), А.Б. Шехтер (3), А.Л. Файзуллин (3), А.А. Побиванцева (1), А.А. Луничева (1), Г.В. Лебедева (1)

1) Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова (Сеченовский Университет), кафедра болезней уха, горла и носа Института клинической медицины им. Н.В. Склифосовского. Москва, Россия; 2) Национальный исследовательский ядерный университет МИФИ, Москва, Россия; 3) Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова (Сеченовский Университет), Институт регенеративной медицины Научно-технологического парка биомедицины, Москва, Россия
Обоснование. Одними из наиболее клинически значимых среди нежизнеугрожающих заболеваний гортани, приводящих к стойкой потере голоса, являются рубцовые поражения голосовых складок. В настоящее время не существует метода, позволяющего полноценно восстанавливать нормальное строение и вибрационные характеристики голосовых складок и, соответственно, голосовую функцию при рубцовых повреждениях.
Цель исследования: изучение морфологии голосовых складок с рубцовыми повреждениями после введения аутологичных мезенхимных стромальных клеток (МСК).
Методы. За основу экспериментальной модели выбран зрелый рубцовый процесс голосовых складок. В качестве лабораторных животных использованы 10 лабораторных кроликов, разделенных на 2 группы, которым хирургически удалялась средняя треть правой голосовой складки. Через 90 дней после первой операции проведено второе вмешательство, в ходе которого рубец голосовой складки в пределах видимых границ иссекался и единовременно в полученный дефект проводилась инъекция солевого раствора в 1-й опытной группе, суспензии аутологичных МСК из костно-мозгового резерва – во 2-й. В обеих группах оценка результатов эксперимента проведена через 90 дней после второй операции (через 180 дней от начала эксперимента). Оценка результатов эксперимента проводилась с помощью оптической микроскопии гистологических препаратов с различными окрасками.
Результаты. Исследование показало значительный регенераторный потенциал МСК при введении их во вторичную рану голосовой складки. Наиболее интересны изменения в структурах коллагена рубцовой ткани. Рубцы после клеточной терапии имеют меньшую толщину коллагеновых волокон, их микроархитектоника представлена значительно менее плотной укладкой с продольной и вза-
имно параллельной ориентацией по сравнению с хаотичным расположением коллагеновых фибрилл в рубцах без введения МСК.
Заключение. Имплантация МСК в рану голосовых складок после удаления рубца способствует их более полноценной регенерации. МСК могут рассматриваться в качестве возможного источника клеточной терапии пациентов с рубцовыми повреждениями голосовых складок. Обоснована целесообразность дальнейших исследований в этом направлении.

Обоснование

Основным инструментом социальной ассимиляции человека и способом общения, необходимым для адаптации в окружающей среде и профессиональной реализации, является голос. Голос и речь представляют собой сочетание звуков, образуемых голосовым аппаратом человека, которые отражают различные составляющие его жизни: возраст, состояние здоровья, эмоции, социальный статус. Одной из важнейших функций, непосредственно связанной с голосом, является определение и узнавание конкретного индивидуума. Именно поэтому нарушение голосовых функций имеет колоссальные негативные последствия не только для социальной и профессиональной сфер жизнедеятельности человека, но и для здоровья – физического и ментального [1]. Существенное клиническое значение среди незлокачественных заболеваний гортани, приводящих к стойкой потере голоса, имеют рубцовые поражения и атрофия голосовых складок (ГС) [2, 3]. Причины их формирования чрезвычайно многообразны: острое и хроническое воспаление, избыточные голосовые нагрузки; травма любой этиологии, в т.ч. при хирургических вмешательствах; эндотрахеальная интубация, пресбифония и т.д. [4, 5]. Являясь по своей структуре утолщенными, плотными пучками коллагена с нарушенной пространственной упорядоченностью, рубцы ГС приводят к увеличению ригидности и плотности ткани, выражающейся потерей уникальных реологических характеристик, необходимых для звукообразования [6]. Лечение пациентов с рубцовыми повреждениями ГС остается одной из самых сложных проблем в ларингологии [4]. Разработана масса методик, позволяющих частично восстанавливать голосовую функцию, однако в настоящее время их функциональный результат в большинстве своем не оптимален и не приводит к существенному улучшению качества голоса [3, 7]. По заключению консенсуса Европейского общества ларингологов (G. Friedrich et al., 2013), эта проблема в первую очередь обусловлена тем, что существующие способы лечения, позволяя добиваться смыкания ГС и улучшения их локальной геометрии, не обеспечивают восстановления гистологической структуры органа, в т.ч. ультраструктуры слоев ГС, преимущественно отвечающей за нормальную вибрацию и в конечном итоге – за звуковые характеристики голоса [8].

В последнее время в мировой оториноларингологии возрос интерес к достижениям регенеративной медицины, в т.ч. к возможности применения клеточных технологий для восстановления таких дефектов [9, 10]. Идея, заложенная в подобные экспериментальные исследования, заключается в стимуляции восстановления нормальной структуры ГС путем имплантации клеточного продукта в область модельного дефекта [11, 12]. Под клеточным продуктом при этом следует понимать культуру аутологичных, аллогенных или ксеногенных клеток из различных источников, а под модельным дефектом – рубцовое поражение ГС лабораторного животного либо ее раневую поверхность. В ряде опубликованных экспериментальных работ для этой цели применялись фибробласты ГС, стволовые клетки, выделенные из слизистой оболочки надгортанника, индуцированные, эмбриональные стволовые клетки и др. [13–16]. Однако наибольшим потенциалом для широкого использования в клинической практике в ближайшем будущем обладают мезенхимные стромальные клетки (МСК) костного мозга или жировой ткани [17].

Целью данной работы стало исследование аутологичных МСК в качестве возможного источника клеточной терапии рубцовых повреждений ГС, а именно изучение потенциала аутологичных МСК в восстановлении морфологических характеристик поврежденных ГС на экспериментальной модели in vivo.

Методы

Данная работа представляет собой контролируемое экспериментальное исследование с параллельными группами. Всего в исследовании мы использовали 10 лабораторных кроликов породы шиншилла массой 3,0–3,5 кг.

Животные были разделены на 2 равные группы по 5 кроликов. В 1-й опытной группе рубцевание слизистой оболочки ГС происходило без инъекций МСК. Во 2-й – в нанесенный дефект ГС вводили аутологичные МСК из костно-мозгового резерва. Дополнительно были задействованы пять гортаней кроликов из биобанка, ГС которых использовались в качестве группы нормального контроля.

В качестве экспериментальной модели мы использовали зрелый рубец ГС. Выбор данной модели был обусловлен тем, что это наиболее распространенная и трудноизлечимая патология, хорошо воспроизводимая в эксперименте. Хирургические вмешательства проводили в условиях операционной виварного комплекса. Для обезболивания животным внутримышечно вводили раствор тилетамина и золазепама из расчета 10–15 мг/кг препарата и раствор ксилазина 1–2 мг/кг. Для визуализации гортани использовали ригидный эндоскоп KarlStorz–Hopkins 0 4,0 мм.

На первом этапе создавался анатомический дефект ГС с помощью 2 мм чашеобразных щипцов длиной 18 cм (RZ Medizintechnic GmbH), которыми выкусывали слизистую оболочку средней трети правой ГС (рис. 1 а, б). После операции животных помещали в отдельный бокс, где проводили динамическое наблюдение за их состоянием до следующего этапа исследования. В послеоперационном периоде проводилась антибактериальная терапия (цефотаксим 75 мг/кг 1 раз в сутки 5 дней). Из всех прооперированных животных ни одно из животных не погибло в результате развития каких-либо осложнений.

67-1.jpg (185 KB)

Срок созревания рубцов ГС составил 3 месяца. Параметры наносимого дефекта и сроки формирования рубцов нам представились наиболее оптимальными, т.к., по данным литературы, глубина дефекта должна превышать фактическую толщину поверхностных слоев собственной пластинки слизистой оболочки ГС. Травма глубоких слоев неминуемо приводит к рубцовым изменениям с последующим нарушением вибрационных характеристик; трех месяцев достаточно для завершения активных процессов организации коллагена в рубцовой ткани [10].

На втором этапе проводили хирургическое вмешательство для эксцизии рубцов ГС с одномоментной имплантацией в полученный дефект аутологичных МСК (опытная группа 2) либо физиологического раствора (опытная группа 1). Методика удаления рубцовой ткани аналогична скарификации, границы рубца определяли визуально и тактильно. Суспензия МСК доставлялась из лаборатории в операционную в инсулиновом шприце непосредственно перед проведением вмешательства. Объем суспензии 100–150 мкл (около 1×105 клеток) инъецировали в дефект ГС, т.е. в собственную пластинку и/или поверхностные слои щиточерпаловидной мышцы с помощью ларингеального инъектора (RZ Medizintechnic GmbH). Правильность глубины и места инъекции оценивали по характерному образованию инфильтрата, размер которого коррелировал с объемом вводимой суспензии (рис. 1 в, г). По завершении контрольных сроков регенерации (через 3 месяца) животные выводились из эксперимента методом избыточного внутримышечного введения раствора тилетамина и золазепама для последующего морфологического исследования.

Для всех животных 2-й опытной группы были получены и накоплены МСК. Источником аутологичных МСК в исследовании служил костномозговой резерв бедренной кости животных. Ее выбор обусловлен большим количеством нативного клеточного материала и лучшим его качеством по сравнению с другими костями скелета [18]. Обезболивание осуществляли аналогичным способом, указанным в описании скарификации голосовых складок. Пункции проксимальных эпифизов обеих бедренных костей проводились стернальной иглой (14G) на глубину 3–4 см по направлению диафиза. Правильное положение иглы контролировали с помощью характерных тактильных ощущений. Костный мозг аспирировали с помощью шприцев (20 мл) с предварительно набранным 1 мл раствора гепарина (5000 ЕД/мл) (рис. 2 а).

68-1.jpg (189 KB)

Полученный аспират в объеме 2–3 мл транспортировался в лабораторию костного мозга. Суспензию клеток центрифугировали при 1500 об/мин (350 g) 5 минут, осадок клеток ресуспендировали в растворе для лизиса эритроцитов (114 мМ NH4Cl; 7,5 мМ КНСОз; 100 мкМ EDTA) в течение 3–5 минут и повторно центрифугировали. Гемолизированный супернатант отсасывали, а клеточный осадок ресуспендировали в среде DMEM/Ham F-12 (ПанЭко, Россия), содержащей 10%-ную телячью эмбриональную сыворотку («HyClonegold», USA), инсулин 0,4 мкМ, 20 нг/мл фибробластоидного фактора роста основного (FGFb) и 0,25 мг/л гентамицина. Выделенные клетки представляли собой первичную культуру преимущественно мононуклеарных клеток костного мозга, которые затем высевали в количестве 2,0–2,5 млн кл/мл в культуральных флаконах. Затем культуральные флаконы помещали в СО2-инкубатор с 5%-ной концентрацией СО2 и 95%-ным содержанием атмосферного воздуха с повышенной влажностью. Через 2–3 суток после выделения первичной культуры неприкрепившуюся клеточную взвесь удаляли, оставшиеся клетки с фибробластоподобной морфологией продолжали культивировать. Замену культуральной среды на свежую осуществляли каждые 3–4 суток. После образования субконфлюэнтного монослоя клетки однократно отмывали раствором Версена или Хэнкса, затем снимали раствором Версена с 0,25%-ного раствора трипсина, ресуспендировали в ростовой среде и засевали в новую культуральную посуду в соотношении 1:3. При заморозке в криобанке, так же как и при пересеве, клетки снимали с культуральной поверхности, осаждали центрифугированием и ресуспендировали в среде для замораживания: 30% DMEM/Ham F-12, 10%-ный диметилсульфоксид (ДМСО), 60%-ная телячья эмбриональная сыворотка. Клетки в концентрации не более 5 млн клеток/мл разливали по криопробиркам и замораживали до температуры – 70°С со скоростью 1 град/мин, после чего ампулы переносили в дьюар с жидким азотом для длительного хранения. Для каждого из животных 2-й опытной группы получено от 8 до 15×106 клеток.

Морфологическое исследование голосовых складок в группе чистого контроля проводилось без нанесения дефекта, а при создании рубца – через 6 месяцев после начала эксперимента и через 3 месяца после рубцевания вторичной раны. Всего было исследовано 5 голосовых складок с рубцовыми дефектами без инъекции МСК (экспериментальная группа 1), 5 голосовых складок с введенной во вторичную рану суспензией МСК (экспериментальная группа 2) и 5 интактных ГС, взятых из биобанка. Голосовая складка иссекалась, фиксировалась в 10%-ном нейтральном формалине и заливалась в парафин. Микротомные срезы толщиной 4–5 мкм после депарафинизации окрашивались гематоксилином/эозином, пикросириусом красным на коллагеновые волокна. Препараты изучались в универсальном микроскопе Leica DM 4000 B LED и фотографировались с помощью камеры DFC 7000 T. Кроме стандартной световой микроскопии препараты изучались при поляризационной микроскопии в том же микроскопе.

Результаты

Гистологическое изучение интактной голосовой складки в группе чистого контроля показало, что ее центральная часть выстлана неороговевающим многослойным плоским эпителием (НМПЭ). Собственный слой слизистой оболочки граничит с мышечной либо хрящевой тканью и представлен соединительной тканью, внутри которой рыхло располагаются коллагеновые волокна, а снаружи видны более плотные продольные пучки коллагеновых волокон (рис. 3Н). Отмечается слабая лимфогистиоцитарная инфильтрация слизистой оболочки с хорошей васкуляризацией, очень редко видны небольшие лимфоидные фолликулы. Показательно, что у кроликов кроме щитовидного и черпаловидного хрящей в складке ближе к собственной пластинке голосовой складки располагаются дополнительные микрохрящи со структурой, указывающей на незрелость хрящевой ткани (меньше матрикса, более крупные хондроциты). Периферическая часть складки выстлана мерцательным цилиндрическим эпителием; слизистая оболочка более рыхлая, чем в центральной части, однако и в ней видны продольные пучки коллагеновых волокон; нечетко разделяется на слои и содержит многочисленные железы и сосуды.

В обеих опытных группах гистологическое изучение выявило рубцы слизистой оболочки, развившиеся на месте операционного дефекта в центральной части голосовой складки. Через 3 месяца рубцы выстланы зрелым НМПЭ и состоят из плотной фиброзной соединительной ткани, представленной пучками коллагеновых волокон (рис. 3. Гр. 1. Гр. 2). В рубцах отсутствуют признаки воспалительного процесса. Васкуляризация рубцовой ткани обеих групп выражена слабее, чем в интактной слизистой, при этом во второй группе она несколько выше, чем в первой. Важным показателем является плотность рубцовой ткани и архитектоника коллагеновых волокон. В 1-й опытной группе ткань рубца сформирована беспорядочно переплетающимися пучками коллагеновых волокон (рис. 3. Гр. 1). Во 2-й опытной группе рубцовая ткань содержит большее количество клеточных элементов (рис. 3. Гр. 2). Кроме того, рубец во второй группе в отличие от первой чаще имеет взаимнопараллельную архитектонику коллагеновых волокон, т.е. по структуре он приближается к нормальному строению слизистой оболочки. (рис. 3. Гр. 2). Количество эластических волокон в рубцовой ткани без клеточной терапии животных уменьшается по сравнению с нормой, а в рубцах с введенными МСК эластических волокон больше, чем в 1-й опытной группе. Следует отметить, что при формировании рубца в обеих опытных группах происходит фиброзирование мышечной ткани в тех ее слоях, которые близки к рубцу, причем во второй группе фиброзирование несколько слабее (рис. 3. Гр. 2). Между экспериментальными группами отсутствуют существенные различия по критериям, характеризующим эпителий, – гипертрофия, атрофия, дистрофические изменения.

69-1.jpg (460 KB)

Изучение срезов ткани предварительно окрашенных пикросириусом в режиме поляризационной микроскопии выявило, что во всех случаях имеется анизотропия коллагеновых волокон. Интенсивность анизотропии в рубцовой ткани выше, чем в нормальной слизистой оболочке (рис. 4, а–в). При этом отмечается различная окрашиваемость объектов поляризации (желтый, зеленый и красный цвета). Это объясняется прежде всего углом отражения поляризованного света, цвет разный в зависимости от преобладания в срезе продольных либо поперечных волокон.

Обсуждение

Новые технологии, относящиеся к регенеративной медицине, призваны решать задачу восстановления нормальной функции поврежденной ткани путем применения биомедицинских продуктов, компонентами которых являются клетки из различных источников, несущие их матриксы (скаффолды) и сигнальные молекулы [19, 20]. За последние несколько лет в ряде экспериментальных исследований продемонстрирована эффективность подобных подходов к восстановлению структуры и свойств голосовых складок при рубцовых повреждениях. Так, в работах B. Svensson показано значимое уменьшение общего уровня рубцовых изменений и толщины слизистой оболочки голосовых складок кролика с имплантированными в свежую рану ксеногенными МСК костного мозга человека; в исследовании V. Angelou в рубцах голосовых складок выявлены увеличение депозитов коллагена, дезорагнизация его волокон, а также частичное восстановление этих показателей после терапии аутологичными МСК из жировой ткани [21–23]. По данным работы R. Hu et al. (2014) показано лучшее восстановление морфологии голосовых складок при терапии повреждений МСК по сравнению с фибробластами [24]. Возможно, одним из объяснений эффектов аутологичных МСК на регенерацию слизистой оболочки скарифицированных голосовых складок может быть паракринное воздействие продуктов их стромальной секреции, обладающих иммуномодулирующими и противовоспалительными свойствами. По данным обзора Francisco J. Vizoso et al. (2017), секретируемый широкий спектр противовоспалительных медиаторов и цитокинов, а также различных факторов роста имеет большее значение в заживлении ран, чем непосредственная пролиферация стволовых клеток в месте имплантации [25].

В работе N. Hiwatashi et al. (2017) in vitro продемонстрировано ингибирующее влияние культуральной среды костно-мозговых МСК на секрецию трансформирующего фактора роста β1 фибробластами голосовых складок человека [26]. В экспериментах in vivo показано, что через месяц после имплантации подавляющее большинство имплантированных в голосовые складки МСК не выживает, что также указывает на реализацию регенеративного потенциала стволовых клеток через паракринные механизмы [22, 27]. Результаты данной работы также показали значительный регенераторный потенциал МСК при введении их во вторичную рану голосовой складки. Следует отметить, что в исследовании использовались аутологичные МСК, что исключило необходимость применения иммуносупрессивной терапии, которая могла повлиять на результаты регенерации. Наиболее интересны изменения, наблюдаемые в коллагеновых структурах. Рубцы после клеточной терапии по сравнению с рубцами без введения МСК имеют меньшую толщину коллагеновых волокон и их пучков. Не менее важным отличием является то, что в рубцах без клеточного влияния рубцовая ткань представлена в основном переплетающимися элементами; особенно переплетаются коллагеновые волокна, состоящие из фибрилл, и пучки коллагеновых волокон, что отчетливо видно на световой микроскопии. В то же время в рубце, созревающем под влиянием МСК, переплетение волокнистых структур на разном уровне выражено значительно меньше, в большей степени имеется однонаправленность волокон в пучках и самих коллагеновых пучков между собой. Это в значительной степени приближает архитектонику коллагеновых волокон, микроструктуру слизистой оболочки голосовой складки при клеточной терапии к морфологической структуре интактных складок. На этом основании можно говорить, что МСК обладают свойствами увеличивать степень полной регенерации слизистой оболочки.

Заключение

Данная работа показала, что аутологичные МСК костного мозга, введенные в рану голосовой складки сразу после иссечения зрелого рубца, способствуют заживлению слизистой оболочки. Дефект не регенерирует полностью, однако в замещенной ткани рубцовые процессы выражены слабее и морфологически она стоит ближе к нативной структуре голосовой складки по сравнению с дефектами, репарация которых проходила без введения клеток. На сегодняшний день остаются открытыми многие вопросы как в изучении механизмов регенерации голосовых складок, выбора наиболее эффективного источника клеток для терапии, подбора скаффолдов и тканеинженерных комплексов, так и в подходах к проведению доклинических исследований, которые позволят более активно внедрять разрабатываемые технологии в клиническую практику. Однако перспективность продолжения экспериментов в данном направлении очевидна.

Выражение признательности

Данная работа выполнена при поддержке грантом РФФИ № 18-02-00658.


Литература


1. Murry T., Medrado R., Hogikyan N., Aviv, J. The relationship between ratings of voice quality and quality of life measures. J Voice. 2004;18(2):183–92.


2. Hirano S. Current treatment of vocal fold scarring. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg. 2005;13(3):143–47. Doi: 10.1097/01.moo.0000162261.49739.b7.


3. Benninger M.S., Alessi D., Archer S., et al. Vocal Fold Scarring: Curr. Concept. Manag. Otolaryngol. Head and Neck Surg. 1996;115(5):474–82. Doi: 10.1177/019459989611500521.


4. Ремакль М., Эккель Х.Э. Хирургия гортани и трахеи. Пер. с англ. Под ред. Ю.К. Янова. М., 2014. 352 с. [Remakl M., Ekkel H.E. Larynx and trachea surgery. Transl. from English. Ed by Yu.K. Yanov. M., 2014. 352 p. (In Russ.).


5. Iatrogenic scarring of the vocal folds after phono surgery for benign lesions, A descriptive study of 108 patients. Rev Laryngol Otol Rhinol. 2014;135(2):57–61.


6. Hirano S., Minamiguchi S., Yamashita M., et al. Histologic Characterization of Human Scarred Vocal Folds J Voice. 2009;23(4):399–407. Doi: 10.1016/j.jvoice.2007.12.002.


7. Allen J. Cause of vocal fold scar. Curr. Opin. Otolaryngol. Head Neck Surg. 2010;18(6):475–80. Doi: 10.1097/moo.0b013e32833fecd1.


8. Friedrich G., Dikkers F.G., Arens C., et al. Vocal fold scars: Current concepts and future directions. Consensus report of the phonosurgery committee of the European laryngological society. Eur Arch Oto-Rhino-Laryngol. 2013;270(9):2491–507.


9. Свистушкин В.М., Старостина С.В., Свистушкин М.В. и др. Возможности регенеративной медицины в оториноларингологии (обзор литературы). Consilium Medicum. 2019;21(11):15–9. [Svistushkin V.M., Starostina S.V., Svistushkin M.V.,et al. Possibilities of regenerative medicine in otorhinolaryngology (literature review). Consilium Medicum. 2019;21(11):15–9. (In Russ.). Doi: 10.26442/20751753.2019.11.190641.


10. Свистушкин В.М., Старостина С.В., Люндуп А.В.и др. Возможности клеточных технологий в лечении рубцовых поражений голосовых складок. Вестник РАМН. 2016;71(3):190–99. [Svistushkin V.M., Starostina S.V., Lundup A.V. et al. Possibilities of cell technologies in the treatment of cicatricial lesions of the vocal folds. Vestnik RAMS. 2016;71(3):190–99. (In Russ.). Doi: 10.15690/vramn586.


11. King S.N., et al. Current applications of mesenchymal stem cells for tissue replacement in otolaryngology-head and neck surgery. Am J Stem Cell. 2012;1,3:225–38.


12. Mattei A., Magalon J., Bertrand B., Philandrianos C.,Veran J., Giovanni A. Cell therapy and vocal fold scarring. Eur Ann Otorhinolaryngol. Head Neck Dis. 2017;134(5):339–45. Doi: https://doi:10.1016/j.anorl.2017.06.006.


13. Hu R., Ling W., Xu W., Han D. Fibroblast-Like Cells Differentiated from Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells for Vocal Fold Wound Healing. PLoS ONE. 2014;9(3):e92676. https://e92676. Doi: 10.1371/journal.pone.0092676.


14. Peng H., Ming L., Yang R., et al. The use of laryngeal mucosa mesenchymal stem cells for the repair the vocal fold injury. Biomaterials. 2013;34(36):9026–35. Doi: 10.1016/j.biomaterials.2013.08.004.


15. Imaizumi M., Li-Jessen N.Y.K., Sato Y., et al. Retention of Human-Induced Pluripotent Stem Cells (hiPS) With Injectable HA Hydrogels for Vocal Fold Engineering. Ann Otol Rhinol Laryngol. 2017;126(4):304–14. Doi: https://doi:10.1177/0003489417691296.


16. Svensson B., Nagubothu S.R., Nord C., et al., Stem Cell Therapy in Injured Vocal Folds: A Three-Month Xenograft Analysis of Human Embryonic Stem Cells. BioMed Res Int. 2015;Article ID 754876:7. Doi: 10.1155/2015/754876.


17. Wingstrand V.L., Grønhøj L.C., Jensen D.H., et al. Mesenchymal Stem Cell Therapy for the Treatment of Vocal Fold Scarring: A Systematic Review of Preclinical Studies. PLoS ONE. 2016;11(9):e0162349. Doi: 10.1371/journal.pone.0162349.


18. Piñero E.L., Ramalho R.B., Oliveira I.S., et al. Comparative study of technique to obtain stem cells from bone marrow collection between the iliac crest and the femoral epiphysis in rabbits. Acta Cir Bras.


19. Ito J. (Ed.). Regenerative Medicine in Otolaryngology. 2015. Doi: 10.1007/978-4-431-54856-0.


20. View on Science Direct Principles of Tissue Engineering 4th Edition Editors: Robert Lanza Robert Langer Joseph Vacanti eBook. ISBN: 9780123983701. Imprint: Academic Press Published Date: 15th November 2013.


21. Svensson B., Nagubothu R.S., Cedervall J., et al. Injection of human mesenchymal stem cells improves healing of scarred vocal folds: Analysis using a xenograft model. Laryngoscope. 2010;120(7):1370–75. Doi: 10.1002/lary.20926.


22. Hertegard S., Cedervall J., Svensson B., et al. Viscoelastic and histologic properties in scarred rabbit vocal folds after mesenchymal stem cell injection. Laryngoscope. 2006;116:1248–54. Doi: 10.1097/01.mlg.0000224548.68499.35.


23. Valerie A., Vassiliki K., Irini M., et al. Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells in the Regeneration of Vocal Folds: A Study on a Chronic Vocal Fold Scar. Stem Cell Int. 2016;2016:1–12. Doi: 10.1155/2016/9010279.


24. Hu R., Ling W., Xu W., Han D. Fibroblast-Like Cells Differentiated from Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells for Vocal Fold Wound Healing. PLoS ONE. 2014;9(3):e92676. Doi: 10.1371/journal.pone.0092676.


25. Vizoso F., Eiro N., Cid S., et al. Mesenchymal Stem Cell Secretome: Toward Cell-Free Therapeutic Strategies in Regenerative Medicine. Int J Mol Sci. 2017;18(9):1852. Doi: 10.3390/ijms18091852.


26. Hiwatashi N., Bing R., Kraja I., Branski R. C. Stem Cell–Mediated Paracrine Signaling Alters Fibroplasia in Human Vocal Fold Fibroblasts in Vitro. Ann Otol Rhinol Laryngol. 2017;126(8):581–88. Doi: 10.1177/0003489417716186.


Об авторах / Для корреспонденции


Автор для связи: М.В. Свистушкин, ассистент кафедры болезней уха, горла и носа Института клинической медицины им. Н.В. Склифосовского, Первый МГМУ им. И.М. Сеченова (Сеченовский Университет), Москва, Россия; e-mail: swistushkin@yandex.ru
Адрес: 119991, Россия, Москва, ул. Трубецкая, 8, стр. 2


ORCID/Scopus Author ID:
М.В. Свистушкин, ORCID: https://0000-0002-8552-1395; Scopus Author ID: 57200809886; e-Library SPIN: 9820-9939, 
В.М. Свистушкин, ORCID: https://orcid.org/0000-0001-7414-1293 
С.В. Старостина, ORCID: https://orcid.org/0000-0002-7165-1308  
С.Ф. Тимашев, ORCID: https://orcid.org/0000-0002-5548-4917; Scopus Author ID: 7005453975
А.Б. Шехтер, ORCID: https://orcid.org/0000-0003-3220-9442; Scopus Author ID: 7103038706
А.Л. Файзуллин, ORCID: https://orcid.org/0000-0003-4137-8993; Scopus Author ID: 57204265801
А.А. Побиванцева, ORCID: https://orcid.org/0000-0001-9030-4056  
А.А. Луничева, ORCID: https://orcid.org/0000-0002-2047-1710 
Г.В. Лебедева, ORCID: https://orcid.org/0000-0002-9697-2597 


Похожие статьи


Бионика Медиа